兔纤维环干细胞与猪脱细胞纤维环基质的生物相容性

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2014.41.017

中国组织工程研究 ›› 2014, Vol. 18 ›› Issue (41): 6655-6660.doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.2014.41.017

• 干细胞培养与分化 stem cell culture and differentiation • 上一篇下一篇

兔纤维环干细胞与猪脱细胞纤维环基质的生物相容性

刘晨¹，王晟昊¹，王奕彬¹，唐雪彬¹，杨惠林^1，2，李斌^1，2

¹苏州大学附属第一医院骨科，江苏省苏州市 215007；²苏州大学骨科研究所，江苏省苏州市 215007

修回日期:2014-09-20 出版日期:2014-10-01 发布日期:2014-10-01
通讯作者: 李斌，博士，教授，博士生导师，苏州大学附属第一医院骨科，江苏省苏州市 215007；苏州大学骨科研究所，江苏省苏州市 215007
作者简介:刘晨，男，1989年生，安徽省巢湖市人，汉族，2012年皖南医学院毕业，主要从事纤维环组织工程研究。
基金资助:
国家自然科学基金(81171479)；江苏省自然科学基金(BK2011291)；江苏省普通高校研究生创新计划(CXLX13-832)；国家级大学生创新计划(SG31554412)

Biocompatibility of annulus fibrosus-derived stem cells with porcine decellularized annulus fibrosus matrix

Liu Chen¹, Wang Sheng-hao¹, Wang Yi-bin¹, Tang Xue-bin¹, Yang Hui-lin^{1, 2}, Li Bin^{1, 2}

¹Department of Orthopaedics, the First Affiliated Hospital of Soochow University, Suzhou 215007, Jiangsu Province, China; ²Orthopedic Institute, Soochow University, Suzhou 215007, Jiangsu Province, China

Revised:2014-09-20 Online:2014-10-01 Published:2014-10-01
Contact: Li Bin, M.D., Professor, Doctoral supervisor, Department of Orthopaedics, the First Affiliated Hospital of Soochow University, Suzhou 215007, Jiangsu Province, China; Orthopedic Institute, Soochow University, Suzhou 215007, Jiangsu Province, China
About author:Liu Chen, Department of Orthopaedics, the First Affiliated Hospital of Soochow University, Suzhou 215007, Jiangsu Province, China
Supported by:
the National Natural Science Foundation of China, No. 81171479; the Natural Science Foundation of Jiangsu Province, No. BK2011291; the Graduate Innovative Plan in Jiangsu Universities, No. CXLX13-832; National Innovation Program for College Students, No. SG31554412

摘要/Abstract

摘要：

背景：脱细胞纤维环基质和纤维环干细胞均来源于纤维环组织，二者复合构建的组织工程复合物可能具有更好的生物相容性。

目的：将兔的纤维环干细胞和猪的脱细胞纤维环基质进行体外共培养，观察细胞在脱细胞基质支架上的生长状态。

方法：制备猪脱细胞纤维环基质，通过扫描电镜和DAPI染色观察材料制备效果，傅里叶红外光谱仪鉴定基质的成分；分离和培养兔纤维环干细胞，将第1代纤维环干细胞种植于脱细胞纤维环基质表面，行细胞骨架染色，倒置免疫荧光显微镜和扫描电镜下观察细胞形态，并绘制细胞生长曲线。

结果与结论：制备成的猪脱细胞纤维环基质呈白色半透明状，扫描电镜下为纤维网状结构，DAPI染色显示无细胞残留，红外光谱分析显示脱细胞纤维环基质主要成分是胶原蛋白。细胞在支架材料上生长第1，3，7天的细胞骨架染色显示细胞很好的黏附于支架表面，生长状态良好，表明脱细胞纤维环基质有着良好的生物相容性，纤维环干细胞在其表面生长良好。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

全文链接：

关键词: 干细胞, 分化, 纤维环干细胞, 脱细胞纤维环基质, 生物相容性, 国家自然科学基金

Abstract:

BACKGROUND: Acellular matrix and annulus fibrosus-derived stem cells are both derived from the annulus tissue, and their tissue engineering complexes may have better biocompatibility.

OBJECTIVE: To culture rabbit annulus fibrosus-derived stem cells on the porcine decellularized annulus fibrosus matrix, and to observe the growth of annulus fibrosus-derived stem cells on the decellularized matrix scaffold.

METHODS: Decellularized annulus fibrosus matrix from porcine was prepared and detected by scanning electron microscopy, DAPI staining and Fourier transform infrared spectroscopy analysis. After isolation and culture, annulus fibrosus-derived stem cells were seeded onto the decellularized annulus fibrosus matrix. Cell growth on the scaffolds was observed by cytoskeleton staining, inverted immunofluorescence microscopy and scanning electron microscopy to draw cell growth curve.

RESULTS AND CONCLUSION: The prepared decellularized annulus fibrosus matrix was white and translucence liquid. The result of Fourier transform infrared spectroscopy indicated that the main component of the decellularized annulus fibrosus matrix was collagen. DAPI staining and scanning electron microscopy results showed no cells resident. The cytoskeleton staining displayed that annulus fibrosus-derived stem cells grew well on the scaffolds at 1, 3, 7 days. These findings indicated that annulus fibrosus-derived stem cells have a good biocompatibility with the decellularized annulus fibrosus matrix in vitro.

全文链接：

Key words: stem cells, fibrocartilage, extracellular matrix, materials testing, biocompatible materials

中图分类号:

R394.2

刘晨，王晟昊，王奕彬，唐雪彬，杨惠林，李斌. 兔纤维环干细胞与猪脱细胞纤维环基质的生物相容性[J]. 中国组织工程研究, 2014, 18(41): 6655-6660.

Liu Chen, Wang Sheng-hao, Wang Yi-bin, Tang Xue-bin, Yang Hui-lin, Li Bin. Biocompatibility of annulus fibrosus-derived stem cells with porcine decellularized annulus fibrosus matrix[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2014, 18(41): 6655-6660.

图/表（结果） 2

2.1 猪脱细胞纤维环基质的结构 制备好的脱细胞纤维环基质膜呈白色半透明状，扫描电镜显示脱细胞基质膜由无规则排列的网状胶原纤维构成，表面无细胞残留，见图1。

2.2 脱细胞前和脱细胞后DAPI染色 纤维环组织脱细胞之前和脱细胞之后分别用DAPI染色，结果显示脱细胞之前有细胞(细胞核染成蓝色)，而脱细胞之后无细胞残留，说明脱细胞效果较好，见图2。

2.3 猪脱细胞纤维环基质的红外图谱 见图3。

2.4 纤维环干细胞的分离和培养 倒置显微镜下原代培养72 h后可见少量贴壁细胞，呈纤维状，生长至第5天，可见有明显的集落形成，集落直径1-3 mm不等，集落内细胞呈梭状，排列紧密(图4)。通过细胞免疫荧光检测其干细胞的标记物OCT-4，Nucleostemin (NS)和SSEA-4的表达(图5)，通过三系诱导分化染色来证明其具有干细胞的特性。

2.5 兔纤维环干细胞和脱细胞纤维环基质膜的复合培养结果 倒置免疫荧光显微镜下观察细胞骨架染色(绿色荧光显示鬼笔环肽染色的细胞骨架，蓝色荧光显示DAPI染色的细胞核)结果，细胞在材料表面呈梭形生长，细胞生长状态良好，第1，3，7天细胞数量逐渐增多，见图6。

纤维环干细胞在支架上培养3 d后，扫描电镜下观察支架上的细胞形态饱满，细胞平铺于支架表面，细胞与细胞之间也相互联系，见图7。

生长曲线显示实验组和空白对照组均有增殖趋势，MTS结果显示，第1，3，5，7天细胞在基质上的数值均大于在空白板上的数值，说明细胞在材料上生长良好，细胞与材料的生物相容性好，见图8。

参考文献

[1] Alini M, Roughley PJ, Antoniou J,et al.A biological approach to treating disc degeneration: not for today, but maybe for tomorrow.Eur Spine J. 2002;11 Suppl 2:S215-220.
[2] Gertzbein SD, Hollopeter MR. Disc herniation after lumbar fusion. Spine (Phila Pa 1976). 2002;27(16):E373-376.
[3] Wilda H, Gough JE.In vitro studies of annulus fibrosus disc cell attachment, differentiation and matrix production on PDLLA/45S5 Bioglass composite films.Biomaterials. 2006; 27(30):5220-5229.
[4] Nerurkar NL, Sen S, Huang AH,et al.Engineered disc-like angle-ply structures for intervertebral disc replacement.Spine (Phila Pa 1976). 2010;35(8):867-873.
[5] Alini M, Li W, Markovic P,et al.The potential and limitations of a cell-seeded collagen/hyaluronan scaffold to engineer an intervertebral disc-like matrix.Spine (Phila Pa 1976). 2003; 28(5):446-454.
[6] Hegewald AA, Ringe J, Sittinger M,et al.Regenerative treatment strategies in spinal surgery.Front Biosci. 2008;13: 1507-1525.
[7] Sebastine IM, Williams DJ.Current developments in tissue engineering of nucleus pulposus for the treatment of intervertebral disc degeneration.Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 2007;2007:6401-6406.
[8] Wilke HJ, Heuer F, Neidlinger-Wilke C,et al.Is a collagen scaffold for a tissue engineered nucleus replacement capable of restoring disc height and stability in an animal model?Eur Spine J. 2006;15 Suppl 3:S433-438.
[9] Zhang J, Li B, Wang JH.The role of engineered tendon matrix in the stemness of tendon stem cells in vitro and the promotion of tendon-like tissue formation in vivo.Biomaterials. 2011;32(29):6972-6981.
[10] Valentin JE, Turner NJ, Gilbert TW, et al.Functional skeletal muscle formation with a biologic scaffold.Biomaterials. 2010; 31(29):7475-7484.
[11] Reing JE, Zhang L, Myers-Irvin J,et al.Degradation products of extracellular matrix affect cell migration and proliferation.Tissue Eng Part A. 2009;15(3):605-614.
[12] Seif-Naraghi SB, Singelyn JM, Salvatore MA,et al.Safety and efficacy of an injectable extracellular matrix hydrogel for treating myocardial infarction.Sci Transl Med. 2013;5(173): 173ra25.
[13] Singelyn JM, DeQuach JA, Seif-Naraghi SB,et al.Naturally derived myocardial matrix as an injectable scaffold for cardiac tissue engineering.Biomaterials. 2009;30(29):5409-5416.
[14] Koepsell L, Zhang L, Neufeld D,et al.Electrospun nanofibrous polycaprolactone scaffolds for tissue engineering of annulus fibrosus.Macromol Biosci. 2011;11(3):391-399.
[15] Nerurkar NL, Elliott DM, Mauck RL.Mechanics of oriented electrospun nanofibrous scaffolds for annulus fibrosus tissue engineering.J Orthop Res. 2007;25(8):1018-1028.
[16] Vadalà G, Mozetic P, Rainer A,et al.Bioactive electrospun scaffold for annulus fibrosus repair and regeneration.Eur Spine J. 2012;21 Suppl 1:S20-26.
[17] Chou AI, Bansal A, Miller GJ,et al.The effect of serial monolayer passaging on the collagen expression profile of outer and inner anulus fibrosus cells.Spine (Phila Pa 1976). 2006;31(17):1875-1881.
[18] Kluba T, Niemeyer T, Gaissmaier C,et al.Human anulus fibrosis and nucleus pulposus cells of the intervertebral disc: effect of degeneration and culture system on cell phenotype. Spine (Phila Pa 1976). 2005;30(24):2743-2748.
[19] Risbud MV, Guttapalli A, Tsai TT,et al.Evidence for skeletal progenitor cells in the degenerate human intervertebral disc.Spine (Phila Pa 1976). 2007;32(23):2537-2544.
[20] Yoshimura H, Muneta T, Nimura A, et al.Comparison of rat mesenchymal stem cells derived from bone marrow, synovium, periosteum, adipose tissue, and muscle.Cell Tissue Res. 2007;327(3):449-462.
[21] Liu C, Guo Q, Li J, et al. Indentification of rabbit annulus fibrosus-derived stem cells. PLos One. 2014; 9: e108239.
[22] Attia M, Santerre JP, Kandel RA.The response of annulus fibrosus cell to fibronectin-coated nanofibrous polyurethane- anionic dihydroxyoligomer scaffolds. Biomaterials. 2011;32(2): 450-460.
[23] Turner KG, Ahmed N, Santerre JP,et al.Modulation of annulus fibrosus cell alignment and function on oriented nanofibrous polyurethane scaffolds under tension.Spine J. 2014;14(3): 424-434.
[24] Yeganegi M, Kandel RA, Santerre JP.Characterization of a biodegradable electrospun polyurethane nanofiber scaffold: Mechanical properties and cytotoxicity.Acta Biomater. 2010; 6(10):3847-3855.
[25] Gruber HE, Fisher EC Jr, Desai B, et al.Human intervertebral disc cells from the annulus: three-dimensional culture in agarose or alginate and responsiveness to TGF-beta1.Exp Cell Res. 1997;235(1):13-21.
[26] Di Martino A, Sittinger M, Risbud MV.Chitosan: a versatile biopolymer for orthopaedic tissue-engineering.Biomaterials. 2005;26(30):5983-5990.
[27] Chan LK, Leung VY, Tam V,et al.Decellularized bovine intervertebral disc as a natural scaffold for xenogenic cell studies.Acta Biomater. 2013;9(2):5262-5272.
[28] Böer U, Lohrenz A, Klingenberg M,et al.The effect of detergent-based decellularization procedures on cellular proteins and immunogenicity in equine carotid artery grafts. Biomaterials. 2011;32(36):9730-9737.
[29] Cheng HL, Loai Y, Beaumont M,et al.The acellular matrix (ACM) for bladder tissue engineering: A quantitative magnetic resonance imaging study.Magn Reson Med. 2010;64(2): 341-348.
[30] Dong SW, Ying DJ, Duan XJ,et al.Bone regeneration using an acellular extracellular matrix and bone marrow mesenchymal stem cells expressing Cbfa1.Biosci Biotechnol Biochem. 2009; 73(10):2226-33.
[31] Kheir E, Stapleton T, Shaw D,et al.Development and characterization of an acellular porcine cartilage bone matrix for use in tissue engineering.J Biomed Mater Res A. 2011; 99(2): 283-294.
[32] Stapleton TW, Ingram J, Fisher J,et al.Investigation of the regenerative capacity of an acellular porcine medial meniscus for tissue engineering applications.Tissue Eng Part A. 2011; 17(1-2):231-242.
[33] Zhao Y, Zhang Z, Wang J,et al.Abdominal hernia repair with a decellularized dermal scaffold seeded with autologous bone marrow-derived mesenchymal stem cells.Artif Organs. 2012; 36(3):247-255.

引言

材料方法

设计：构建细胞-支架复合体系进行体外培养。

时间及地点：实验于2014年3至5月在苏州大学骨科研究所完成。

材料：

实验动物：清洁级新西兰白兔2只，6月龄，体质量 2.5 kg左右，由苏州大学实验动物中心提供。

实验方法：

脱细胞纤维环基质的制备：从猪的椎间盘组织中获取纤维环组织，将纤维环内侧的髓核组织及外侧的筋膜脂肪组织剔除干净，用PBS洗3次，将纤维环组织剪碎成1 mm× 1 mm×1 mm大小的组织块，放于研钵中，加入液氮冷冻使组织僵硬，用研钵将组织进一步碾碎。加入0.25%胰酶溶液，放于37 ℃恒温振荡器中消化24 h，每4 h换1次胰酶，PBS洗3次，每次30 min；然后加入核酶溶液(含50 U/mL DNase 和1 U/mL RNase的10 mmol/L Tris-HCl，pH 7.5)，37 ℃恒温振荡器消化12 h；最后用1% Triton X-100处理 24 h；PBS洗6次，每次8 h；离心2 000 r/min，10 min，将所得的沉淀用3%的醋酸溶液溶解。所得脱细胞纤维环基质溶液存放于4 ℃冰箱备用^[9]。

兔纤维环干细胞的分离和培养：无菌条件下取出6周龄新西兰白兔的T₁₀-L₅椎体，剔除周围的肌肉和韧带。使用11号无菌刀片完整取出各段的椎间盘，将其放入含有5%双抗(100 U/mL青霉素和100 mg/L链霉素)的LG-DMEM培养基中。将椎间盘移至超净台中，在连续变倍体视显微镜下使用显微外科手术器械将髓核移除，获得的纤维环组织用无菌PBS清洗3遍，将其剪成1 mm×1 mm×1 mm大小的组织颗粒，加入质量浓度为2 g/L的Ⅰ型胶原酶，放置于37 ℃和体积分数为5%CO₂的培养箱中，每隔1 h吹打1次，待组织块完全消化后使用200目的不锈钢滤网过滤，1 000 r/min离心 5 min，然后使用含体积分数为20%胎牛血清和1%双抗LG-DMEM培养基重悬，以200 /cm²的密度接种于直径为10 cm的培养皿内，放置于37 ℃和体积分数为5% CO₂的培养箱中培养。每3 d换1次液，当细胞达到80%融合时，用0.25%胰蛋白酶消化传代或用于后续实验。

纤维环干细胞与脱细胞纤维环基质膜体外复合培养实验：取已经制备好的脱细胞纤维环基质溶液用移液枪加入96孔培养板中，每孔50 μL，在紫外线照射下自然晾干，用无菌的PBS洗2次，每次5 min备用。取原代纤维环干细胞，待长至80%融合时，用0.25%胰蛋白酶消化，以每孔1 000个细胞的密度接种于96孔板上，在37 ℃，体积分数为5% CO₂的培养箱里培养，空白孔中加入同样浓度的细胞悬液作为对照培养，用MTS法检测纤维环干细胞在脱细胞纤维环基质膜上和空白板的增殖情况，绘制细胞生长曲线，将两组曲线进行对比。用同样的方法，将脱细胞纤维环基质溶液加入24孔培养板，每孔200 μL，制成脱细胞纤维环基质膜，第1代纤维环干细胞以5 000/孔的密度接种，分别在第1，3和7天行细胞骨架染色，其中用FITC标记的鬼笔环肽染细胞微丝蛋白(绿色)，用DAPI染细胞核(蓝色)，并在第3天行扫描电镜检测，观察细胞在脱细胞基质膜上的生长状态。

主要观察指标：通过扫描电镜和DAPI染色观察猪脱细胞纤维环基质脱细胞的效果；通过红外光谱仪分析测定脱细胞纤维环基质的主要成分；倒置相差显微镜下观察纤维环干细胞的形态；绘制细胞在脱细胞基质膜上的生长曲线，倒置免疫荧光显微镜和扫描电镜观察细胞在脱细胞基质膜上的生长状态。

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讨论

种子细胞和支架材料是组织工程的两个重要组成部分，在之前的研究中，研究者主要将纤维环细胞作为纤维环组织工程的种子细胞，并取得了一定的成效^[14-16]。但是，纤维环细胞存在其一定的弊端。研究显示，纤维环细胞在二维培养的情况下会丢失其固有的细胞形态，并且Col-Ⅱ基因的表达量会有所降低^[17-18]。因此，需要寻求其他的种子细胞。

间充质干细胞具有多向分化潜能，来源范围广，具有较强的自我更新能力，是较为理想的种子细胞，已经广泛应用于各类组织工程。Risbud等^[19]发现人纤维环中存在向脂肪和软骨方向分化倾向的细胞，证明纤维环组织中应该同样存在干细胞。Yoshimura等^[20]研究发现，不同组织来源的间充质干细胞在同等诱导的条件下向某一组织细胞的分化能力并不相同。例如，滑膜来源的干细胞具有较好的向软骨细胞分化的能力，而骨膜和肌肉来源的干细胞更易于向成骨细胞分化，这表明来源于某组织的间充质干细胞具有自主向该组织中所特有的细胞类型分化的倾向。由此作者推断，来自于纤维环的间充质干细胞应该优先向纤维环细胞分化。最近，本实验室成功分离鉴定出兔纤维环源干细胞^[21]，通过细胞免疫荧光检测其干细胞的标记物，包括OCT-4，Nucleostemin (NS)和SSEA-4，通过RT-PCR方法检测其CD19、CD44、CD166、CD4、CD8和CD14的基因表达(其中前三者呈阳性表达，后三者呈阴性表达)以及三系诱导分化染色来证明其干细胞的特性。实验表明，与其他类型的干细胞相似，纤维环干细胞同样具有自我更新能力和多向分化潜能。尤为重要的是，由于其来源于纤维环，因此更易于向纤维环细胞分化。

目前应用于纤维环组织工程的支架包括聚合物如聚乳酸、聚氨酯等和天然材料包括藻酸盐、壳聚糖、脱细胞基质等两大类^[22-27]。而脱细胞基质越发吸引研究者的注意。众所周知，在体内环境中，细胞生长在细胞外基质的周围。这些细胞外基质可以调控细胞的功能诸如增殖和分化，此外，还可以通过多种多样的生长因子和细胞因子调控细胞的信号转导。而脱细胞基质恰恰就可以在体外环境中提供细胞在体内生长相似的微环境。脱细胞基质已经广泛应用于软骨、皮肤、骨、膀胱、血管、心脏、肝脏和肺的组织工程中^[28-33]。脱细胞纤维环基质来源于纤维环组织本身，经过脱细胞处理之后降低了其免疫原性，其结构更接近于实际纤维环的纤维网状结构，并且保留了调控细胞生长的生长因子和细胞因子，因此更加有利于来源于该组织的种子细胞—纤维环干细胞的生长。

本实验中，将培养的兔原代纤维环干细胞种植于脱细胞纤维环基质上，通过细胞骨架染色和扫描电镜观察发现纤维环干细胞在支架上生长良好。进一步将第1代细胞接种于脱细胞基质上，以细胞接种于空白孔中作为对照组，通过MTS法测定细胞增殖状态，并绘制细胞增殖曲线，发现脱细胞基质更有利于细胞黏附和生长。

本实验中分离和培养出兔纤维环干细胞，并将其接种于猪脱细胞纤维环基质上，发现二者具有良好的生物相容性，说明脱细胞基质可以作为纤维环组织工程的支架材料。但是，脱细胞纤维环基质是否能够提高纤维环的干细胞特性以及能否促使纤维环干细胞向纤维环细胞分化仍有待研究。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程
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[1]	蒲锐, 陈子扬, 袁凌燕. 不同细胞来源外泌体保护心脏的特点与效应[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 1-.
[2]	林清凡, 解一新, 陈婉清, 叶振忠, 陈幼芳. 人胎盘源间充质干细胞条件培养液可上调缺氧状态下BeWo细胞活力和紧密连接因子的表达[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(在线): 4970-4975.
[3]	张秀梅, 翟运开, 赵杰, 赵萌. 类器官模型国内外数据库近10年文献研究热点分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(8): 1249-1255.
[4]	王正东, 黄娜, 陈婧娴, 郑作兵, 胡鑫宇, 李梅, 苏晓, 苏学森, 颜南. 丁酸钠抑制氟中毒可诱导小胶质细胞活化及炎症因子表达增多[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1075-1080.
[5]	汪显耀, 关亚琳, 刘忠山. 提高间充质干细胞治疗难愈性创面的策略[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1081-1087.
[6]	万然, 史旭, 刘京松, 王岩松. 间充质干细胞分泌组治疗脊髓损伤的研究进展[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1088-1095.
[7]	廖成成, 安家兴, 谭张雪, 王倩, 刘建国. 口腔鳞状细胞癌干细胞的治疗靶点及应用前景[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1096-1103.
[8]	谢文佳, 夏天娇, 周卿云, 刘羽佳, 顾小萍. 小胶质细胞介导神经元损伤在神经退行性疾病中的作用[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1109-1115.
[9]	李珊珊, 郭笑霄, 尤冉, 杨秀芬, 赵露, 陈曦, 王艳玲. 感光细胞替代治疗视网膜变性疾病[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1116-1121.
[10]	焦慧, 张一宁, 宋雨晴, 林宇, 王秀丽. 乳腺癌类器官研究进展及临床应用前景[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1122-1128.
[11]	王诗琦, 张金生. 中医药调控缺血缺氧微环境对骨髓间充质干细胞增殖、分化及衰老的影响[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1129-1134.
[12]	曾燕华, 郝延磊. 许旺细胞体外培养及纯化的系统性综述[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1135-1141.
[13]	孔德胜, 何晶晶, 冯宝峰, 郭瑞云, Asiamah Ernest Amponsah, 吕飞, 张舒涵, 张晓琳, 马隽, 崔慧先. 间充质干细胞修复大动物模型脊髓损伤疗效评价的Meta分析[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 1142-1148.
[14]	侯婧瑛, 于萌蕾, 郭天柱, 龙会宝, 吴浩. 缺氧预处理激活HIF-1α/MALAT1/VEGFA通路促进骨髓间充质干细胞生存和血管再生[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 985-990.
[15]	史洋洋, 秦英飞, 吴福玲, 何潇, 张雪静. 胎盘间充质干细胞预处理预防小鼠毛细支气管炎[J]. 中国组织工程研究, 2021, 25(7): 991-995.